Preview

Вопросы вирусологии

Расширенный поиск

Получение вирусоподобных частиц норовируса (Caliciviridae: Norovirus), содержащих белок VP1 энтеровируса Echovirus 30 (Picornaviridae: Enterovirus: Enterovirus B)

https://doi.org/10.36233/0507-4088-79

Полный текст:

Аннотация

Введение. Энтеровирусная (неполио) инфекция имеет широкое распространение во всём мире, регистрируется в форме спорадической заболеваемости и масштабных вспышек и может быть причиной такого тяжёлого поражения, как серозный менингит. Эпидемиологические исследования показали, что на территории Российской Федерации у больных энтеровирусным менингитом наиболее часто выявляется вариант энтеровируса (ЭВ) (Picornaviridae; Enterovirus) Echovirus 30 (Е30). Однако вакцины для профилактики заболевания, вызванного этим возбудителем, до настоящего времени не разработаны. Одним из перспективных современных направлений в плане создания вакцинных препаратов является использование вирусоподобных частиц (ВпЧ), в т.ч. химерных – содержащих биологические структуры вирусов, принадлежащих к различным видам.

Цель настоящей работы – получение ВпЧ норовируса (Caliciviridae; Norovirus), содержащих на своей поверхности белок VP1 Е30.

Материал и методы. В работе использовали нуклеотидные последовательности генов белков VP1 норовируса генотипа GII.4 и VP1 вируса E30 генотипа h, циркулирующих на территории России. На их основе сконструирован белок SN-VP1E30, в котором оболочечный (S) и шарнирный (hinge) регионы VP1 норовируса слиты в одну молекулу с полноразмерным VP1 E30. Данный белок экспрессировали в E. coli, очищали методом аффинной хроматографии, после чего характеризовали с использованием электрофореза в полиакриламидном геле (ПААГ) и иммуноблоттинга. ВпЧ визуализировали методом электронной микроскопии.

Результаты. Белок SN-VP1E30 экспрессировался в E. coli в нерастворимой форме. Подбор условий для получения его растворимой формы показал, что использование высоких концентраций сахарозы существенно повышает эффективность ренатурации. При сравнении электрофоретической подвижности денатурированного и неденатурированного препаратов SN-VP1E30 установлено, что большинство мономеров образуют соединения со значительной молекулярной массой. С помощью электронной микроскопии показано, что ренатурированный белок SN-VP1E30 самопроизвольно формирует in vitro полые ВпЧ диаметром ~50 нм.

Заключение. Показана возможность получения in vitro химерных ВпЧ норовируса, содержащих на своей поверхности белок VP1 циркулирующего на территории РФ варианта E30. Полученные частицы в дальнейшем могут быть использованы в разработке вакцинных препаратов для профилактики серозного менингита и других заболеваний, вызванных данным ЭВ.

Для цитирования:


Новиков Д.В., Мелентьев Д.А., Мохонов В.В., Кашников А.Ю., Новикова Н.А., Лапин В.А., Мохонова Е.В., Новиков В.В. Получение вирусоподобных частиц норовируса (Caliciviridae: Norovirus), содержащих белок VP1 энтеровируса Echovirus 30 (Picornaviridae: Enterovirus: Enterovirus B). Вопросы вирусологии. 2021;66(5):383-389. https://doi.org/10.36233/0507-4088-79

For citation:


Novikov D.V., Melentev D.A., Mokhonov V.V., Kashnikov A.Yu., Novikova N.A., Lapin V.A., Mokhonova E.V., Novikov V.V. Construction of norovirus (Caliciviridae: Norovirus) virus-like particles containing VP1 of the Echovirus 30 (Picornaviridae: Enterovirus: Enterovirus B). Problems of Virology. 2021;66(5):383-389. (In Russ.) https://doi.org/10.36233/0507-4088-79

Введение

Энтеровирусы (ЭВ) (род Enterovirus, семейство Picornaviridae, порядок Picornavirales) – многочисленная группа безоболочечных РНК-содержащих вирусов, циркуляция которых показана во всём мире [1]. Неполиомиелитные ЭВ способны вызывать различные по клинической картине и степени тяжести заболевания преимущественно у детей первых лет жизни. Энтеровирусная инфекция может проявляться в форме экзантемы полости рта и конечностей (hand, foot and mouth disease, HFMD), герпангины, менингита, менингоэнцефалита, энцефалита, полинейропатии, вялого паралича, миокардита и др. Тяжесть течения болезни варьирует от умеренного ухудшения самочувствия с субфебрильным повышением температуры тела до мультисистемных проявлений с поражением сердечно-сосудистой и центральной нервной систем. Часто ЭВ имеют эпидемическое распространение, охватывающее большие группы детского населения [2].

На основе генетических характеристик и антигенных свойств ЭВ разделены на 4 вида (A–D), среди которых наиболее распространены вирусы, относящиеся к видам Enterovirus A (ЭВ-А) и Enterovirus В (ЭВ-В) [3]. Из них ЭВ-А (Enterovirus A71; Coxsackievirus A6, A10, A16 и др.) наиболее часто вызывают HFMD у детей младшего возраста. Подавляющее большинство заболевших полностью выздоравливают через 7–10 сут. Однако в некоторых случаях развиваются выраженные осложнения, вызванные поражением центральной нервной системы; описаны единичные летальные исходы. Представители вида ЭВ-В (Coxsackievirus B3, В5; Echovirus 25, 30) чаще связаны с такими серьёзными заболеваниями, как миокардит, асептический менингит, энцефалит и гепатит, нередко приводящими к инвалидности или смерти [4]. В этой группе особо выделяются вирусы ECHO (англ. enteric cytopathic human orphan viruses, букв. – кишечные цитопатогенные человеческие орфанные вирусы), поскольку они являются причиной асептического менингита и энцефалита не только у детей, но и у взрослых [5].

ЭВ регистрируются повсеместно, однако в странах Юго-Восточной Азии наибольшее эпидемическое значение имеют ЭВ-А, а в государствах, расположенных на территориях Европы и Северной Америки, – ЭВ-В [6][7]. Эпидемиологические исследования распространённости ЭВ на территории Российской Федерации показали, что в последнее время у детей и взрослых, больных энтеровирусным менингитом, наиболее часто выявляется Echovirus 30 (E30) [8].

В мировой практике с целью профилактики энтеровирусной инфекции разрабатываются вакцины главным образом для предотвращения экзантемных поражений, вызванных Enterovirus А71, Coxsackievirus А6, А10, А16. В отношении ЭВ-В подобные разработки направлены на Coxsackievirus В3, являющийся основной причиной миокардита [9]. В то же время в мире и в России часто регистрируются эпидемические подъёмы заболеваемости, обусловленные вариантом E30 [10], однако вакцина для профилактики вызываемых им заболеваний отсутствует.

Ранее была предложена универсальная платформа на основе белка VP1 норовируса (Caliciviridae; Norovirus) для презентации вирусных антигенов (АГ). Такой подход позволяет получать вирусоподобные частицы (ВпЧ), на поверхности которых представлены различные АГ, пригодные для использования в составе вакцинных препаратов. Показано, что полученные в E. coli белки, состоящие из аминокислотной последовательности S-домена VP1, слитого в одну молекулу с фрагментами аналогичных последовательностей VP8 ротавируса (Reoviridae; Sedoreovirinae: Rotavirus), гемагглютинина вируса гриппа А (Orthomyxoviridae: Influenza A virus) (H7N9) или капсидного белка вируса гепатита Е (Hepeviridae; Hepevirus: Hepatitis E virus), способны формировать ВпЧ, имеющие на своей поверхности добавленные пептиды. Иммунизация лабораторных животных химерными структурами, созданными согласно данному принципу, приводила к продукции нейтрализующих антител в высоких титрах [11][12]. Цель настоящей работы – получение ВпЧ норовируса, содержащих на поверхности белок VP1 Е30.

Материал и методы

Конструирование слитого белка. В работе использовали нуклеотидные последовательности генов белков VP1 норовируса генотипа GII.4 (GenBank No. MZ958411) и VP1 E30 генотипа h (GenBank No. КР090772), штаммов, циркулирующих на территории РФ. Конструирование слитого гена проводили на основе анализа нуклеотидных последовательностей с использованием пакета программ Lasergene (Dnastar, Inc., США). Оптимизацию кодонов осуществляли на основе информации, представленной в базе данных Codon usage database (http://www.kazusa.or.jp/codon/). ДНК синтезировали в ООО «Люмипроб РУС» (Россия) и клонировали в составе плазмиды pET22b (Novagen, США).

Экспрессия и очистка рекомбинантного белка. Для экспрессии рекомбинантного белка использовали штамм E. coli Rosetta 2 (DE3) (Novagen, США), клетки которой трансформировали плазмидой, кодирующей рекомбинантный белок, с применением мультипоратора Eppendorf (Германия). E. coli выращивали при 37 °С в среде LB (lysogeny broth) (1% триптон, 2% дрожжевой экстракт, 0,9% NaCl и 100 мкг/мл ампициллина) до оптической плотности 0,7. Экспрессию индуцировали добавлением изопропил-β-D-1-тиогалактопиранозида (ИПТГ) до концентрации 0,5 мМ, после чего культуру инкубировали на протяжении 6 ч при 30 °С. Клетки осаждали низкоскоростным центрифугированием, однократно отмывали в 0,9% NaCl и лизировали с использованием реагента BugBuster Protein Extraction Reagent (Novagen, США) согласно рекомендациям производителя. Лизат разделяли центрифугированием при 12 000 g в течение 15 мин на растворимую и осадочную белковые фракции. Последнюю с целью очистки рекомбинантного белка растворяли в буфере, содержащем 50 мМ трис-HCl, 6 М гуанидина гидрохлорида, 150 мМ NaCl (pH 7,5), и затем выполняли аффинную хроматографию с использованием сорбента IMAC Sepharose 6 Fast Flow (GE Healthcare, Швеция) согласно рекомендациям производителя для денатурирующих условий. Ренатурацию белка осуществляли методом диализа против 3000 объёмов буфера, содержащего 50 мМ трис-HCl (pH 7,5), 150 мМ NaCl и 20%, 10% или 5% сахарозы (С12H22O11).

Определение концентрации белка. Концентрацию белка в растворе определяли на спектрофотометре NanoDrop 2000 (ThermoFisher Scientific, США) при длине волны 280 нм. Эффективность ренатурации белка оценивали путём сравнения концентрации растворимого белка до и после диализа. Значение концентрации до диализа принимали за 100%.

Электрофорез в полиакриламидном геле и иммуноблоттинг. Все этапы экспрессии и очистки рекомбинантного белка контролировали методом электрофореза белков в 10% полиакриламидном геле (ПААГ) в присутствии додецилсульфата натрия (ДСН). Денатурацию белков проводили в течение 5 мин при 100 °С в буфере, содержащем 50 мМ трис-НСl (pH 6,8), 100 мМ дитиотреитола, 2% ДСН и 4 М мочевины. При исследовании олигомерного состояния белки наносили на гель в буфере, содержащем 50 мМ трис-НСl (pH 6,8), 2% ДСН и 20% глицерина. Результаты визуализировали окрашиванием геля с помощью красителя Coomassie brilliant blue R-250 (Imperial Chemical Industries PLC, Великобритания). Использовали маркёр молекулярных масс Thermo Scientific PageRuler Unstained Protein Ladder (10 to 200 kDa) (ThermoFisher Scientific). Интенсивность окрашивания белковых полос оценивали при помощи компьютерной программы C-DiGit (LI-СOR, США). Для проведения иммуноблоттинга белки переносили из геля на мембрану из поливинилиденфторида (ПВДФ; PVDF) (ThermoFisher Scientific) посредством системы влажного переноса (Bio-Rad, США). Контроль переноса и определения молекулярной массы осуществляли с использованием маркёра PageRuler Plus Prestained Protein Ladder (ThermoFisher Scientific), представляющего собой смесь 9 белков (от 10 до 250 кДа), окрашенных синим, оранжевым и зелёным. Мембрану блокировали 1% бычьим сывороточным альбумином (БСА; BSA) в фосфатно-солевом буфере (phosphate buffered saline, PBS) и инкубировали с антителами anti His-HRP:GG1-6F4.3.2 (Miltenyi Biotec, США). После этого мембрану окрашивали в растворе субстрата SuperSignal West Dura Extended Duration Substrate kit (ThermoFisher Scientific) и измеряли хемилюминесценцию при помощи сканера C-DiGit Blot Scanner (LI-СOR), также в соответствии с рекомендациями производителей.

Электронная микроскопия. В экспериментах использовали трансмиссионную электронную микроскопию. На электронно-микроскопическую медную сетку, покрытую парлодиевой плёнкой, наносили 5 мкл раствора белка в концентрации 100 мкг/мл, отмывали водой от несвязавшихся компонентов и окрашивали водным раствором 2% уранилацетата (рН 4,5). Образцы просматривали с помощью электронного микроскопа просвечивающего типа НТ7700 (Hitachi, Япония).

Результаты

На основе нуклеотидных последовательностей генов, кодирующих белки VP1 норовируса генотипа GII.4 и VP1 вируса E30 генотипа h, создана генетическая конструкция SN-VP1E30, состоящая из слитых в одну молекулу последовательностей, кодирующих оболочечный (S) и шарнирный (hinge) регионы VP1 норовируса, полноразмерный белок VP1 E30 и последовательности, кодирующей 6 молекул гистидина (His, H). Структурная организация слитого белка SN-VP1E30 схематически показана на рис. 1. Для более эффективного образования ВпЧ триплеты, кодирующие аминокислоты в позициях 57, 58 и 136 S-региона VP1 норовируса, заменены на нуклеотиды, кодирующие цистеин (Cys, C), как предложено ранее [11]. Нуклеотидная последовательность оптимизирована для экспрессии в E. coli и помещена под контроль регуляторных элементов бактериофага Т7 в составе плазмиды рЕТ22b.

Рис. 1. Схема организации слитого белка SN-VP1E30.
Shell (S) – амино-терминальный домен белка VP1 норовируса; Hinge – шарнирный регион VP1 норовируса; VP1 – полноразмерный белок VP1 вируса Е30; His – последовательность из 6 гистидинов.
Fig. 1. Scheme of the fusion protein.
Shell (S), norovirus VP1 amino-terminal domain; Hinge, norovirus VP1 hinge region; VP1, E30 virus full-length VP1 protein; His, sequence of six six histidines.

Результаты экспрессии белка SN-VP1E30 в E. coli представлены на рис. 2. После индукции в E. coli нарабатывался дополнительный белок (рис. 2, а). Методом иммуноблоттинга с использованием моноклональных антител против последовательности из 6 молекул гистидина подтверждена экспрессия SN-VP1E30 (рис. 2, б). При сравнении набора белков E. coli в растворимой и осадочной фракциях установлено, что SN-VP1E30 присутствовал в нерастворимой форме (рис. 2, в). В связи с этим осадочную белковую фракцию растворяли в буфере, содержащем 6 М гуанидина гидрохлорида, и выделяли SNVP1E30, содержащий гистидиновый «хвост», методом аффинной хроматографии. Электрофоретическая подвижность очищенного искомого белка совпадала с расчётной (рис. 2, г).

Рис. 2. Экспрессия белка SN-VP1E30 в E. coli.
а) – сравнение белков E. coli до (1) и через 6 ч после (2) индукции экспрессии; б) – подтверждение экспрессии белка SN-VP1E30 иммуноблоттингом; в) – состав белков E. coli в растворимой (1) и нерастворимой (2) фракциях; г) – электрофоретическая подвижность очищенного SN-VP1E30 (1); М – маркёры молекулярной массы.
Fig. 2. Expression of SN-VP1E30 protein in E. coli.
a), comparison of E. coli proteins before (1) and 6 hours after induction of expression (2); b), confirmation of SN-VP1E30 protein expression by immunoblotting; c), E. coli protein composition in soluble (1) and insoluble (2) fractions; d), electrophoretic mobility of purified SN-VP1E30 (1); M, molecular weight markers.

Для ренатурации белка SN-VP1E30 использовали предложенный ранее метод стабилизации ВпЧ норовируса. J. Kissmann и соавт. показали, что высокие концентрации различных сахаров оказывают стабилизирующий эффект на вторичную и третичную структуру мономеров ВпЧ этого вируса [13]. В нашем исследовании наблюдался сходный эффект высоких концентраций сахаров по отношению к белку SN-VP1E30. Диализ против содержащего 20% сахарозы буферного раствора позволил ренатурировать до 97% количества SN-VP1E30 (рис. 3).

Рис. 3. Зависимость эффективности ренатурации белка SN-VP1E30 от концентрации сахарозы.
Fig. 3. The efficiency of SN-VP1E30 protein renaturation depending on the sucrose concentration.

Ренатурированный в 20% сахарозе препарат исследовали на способность мономеров SN-VP1E30 к образованию межмолекулярных связей. Сравнение электрофоретической подвижности денатурированного и неденатурированного препаратов исследуемого белка показало, что большинство мономерных структур образуют соединения со значительной молекулярной массой, детектируемые в начале геля (рис. 4, а). Способность мономеров SN-VP1E30 формировать ВпЧ изучали методом электронной микроскопии, при проведении которой в препарате белка обнаружены сферические ВпЧ размером ~50 нм. Данные частицы были окрашены изнутри (рис. 4, б), что характерно для полых образований. Полученные результаты свидетельствуют о способности химерной белковой структуры, состоящей из S-фрагмента VP1 норовируса и полноразмерного белка VP1 энтеровируса E30, к самосборке.

Рис. 4. Самосборка белка SN-VP1E30.
а) – сравнение электрофоретической подвижности денатурированного (1) и неденатурированного (2) SN-VP1E30; б) – вирусоподобные частицы, образованные белком SN-VP1E30; электронная микрофотография, увеличение ×12 000.
Fig. 4. Self-assembly of the SN-VP1E30 protein.
a), comparison of the electrophoretic mobility of denatured (1) and non-denatured (2) SN-VP1E30; b), virus-like particles formed by the SN-VP1E30 protein; electron microphotograph, 12,000× magnification.

Обсуждение

Несмотря на широкое распространение вируса Е30 и его доказанную связь с возникновением энтеровирусного менингита и других заболеваний, данный вирус является одним из наименее изученных представителей ЭВ. Основные представления о строении их вириона и жизненном цикле получены на примере Enterovirus А71, Coxsackievirus А16 и А6. К настоящему времени известно, что основной капсидный белок VP1 этих вирусов формирует поверхностные структуры вириона, отвечающие за распознавание рецептора на клетке. На поверхности VP1 ЭВ обнаружены как конформационные, так и линейные нейтрализующие эпитопы, что делает данный белок основным кандидатом для разработки типоспецифических вакцин [14].

Поскольку основной группой риска заболеваний, вызванных ЭВ, являются дети младшего возраста, разработка безопасных вакцинных препаратов на основе пептидов, содержащих нейтрализующие эпитопные последовательности, считается привлекательным и многообещающим подходом. Однако по сравнению с вакцинами на основе убитых или аттенуированных вирусов небольшие синтетические пептиды обладают слабой иммуногенностью [15]. В то же время ВпЧ имеют морфологию вириона и являются оптимальными системами доставки, обеспечивающими презентацию нейтрализующих эпитопов иммунной системе. Обладая способностью эффективно взаимодействовать с антигенпрезентирующими клетками, указанные частицы максимизируют иммуногенный потенциал и защитные свойства антител [16].

На сегодняшний день разработано множество подходов использования ВпЧ в качестве векторов для презентации АГ [12][17][18]. Нами сконструированы химерные ВпЧ, построенные на основе белка капсида норовирусов. Выбор данной модели связан со способностью норовирусных ВпЧ вызывать сильный иммунный ответ на слизистой оболочке, что даёт перспективу для разработки эффективной мукозальной вакцины [19]. Путём генетических манипуляций в белке VP1 норовируса представленный на поверхности вириона Р-домен (англ. protruding – выступающий) заменён на полноразмерный VP1 вируса Е30. Поскольку поверхностные белки вириона ЭВ не гликозилируются, экспрессия рекомбинантного белка осуществлялась в клетках E. coli. Полученный слитый белок использован для сборки ВпЧ in vitro.

Стратегия получения подобных частиц ЭВ in vivo в клетках насекомых (Insecta) или дрожжей (Ascomycota, Basidiomycota) для последующего использования в качестве АГ в составе вакцин описана для Enterovirus А71, вируса Coxsackievirus А16 и Enterovirus D68 [20][21]. При использовании такого подхода капсидные белки собираются в ВпЧ внутри клеток-хозяев. Это приводит к инкапсулированию внутрь ВпЧ ассоциированных с клеткой-хозяином загрязнений, потенциально способных вызвать нежелательный иммунный ответ, в т.ч. аллергические реакции [22]. В нашей работе показана возможность самосборки in vitro химерных ВпЧ, презентирующих на своей поверхности VP1 Е30. Для сборки используется очищенный белок, что препятствует встраиванию в частицу нежелательных примесей. Кроме этого, методология сборки in vitro предоставляет возможность смешивать в составе частицы различные белки, что в перспективе позволит получать ВпЧ, содержащие АГ от разных генотипов Е30 либо смесь белков ЭВ разных типов в одной частице. Апробированная в данной работе методика создания химерных ВпЧ на основе платформы из капсидного белка норовируса открывает возможности разработки поливалентной энтеровирусной вакцины, а также быстрой замены АГ в случае появления новых эпидемических вариантов ЭВ.

Заключение

В настоящей работе получены ВпЧ, состоящие из химерной рекомбинантной белковой структуры, включающей слитые с полноразмерным белком VP1 энтеровируса E30 S-домен и шарнирную часть белка VP1 норовируса. Поскольку поверхностные белки вириона ЭВ не гликозилируются, для наработки рекомбинантного белка применена одна из самых простых и недорогих систем экспрессии – E. coli. Использование способности химерного белка к самосборке в условиях in vitro открывает перспективы формирования ВпЧ, содержащих АГ от разных генотипов вируса Е30 или смесь белков ЭВ разных типов. Последующее изучение свойств сконструированных химерных ВпЧ позволит оценить их потенциал в качестве возможного прототипа вакцины.

Список литературы

1. Brouwer L., Moreni G., Wolthers K.C., Pajkrt D. World-wide prevalence and genotype distribution of enteroviruses. Viruses. 2021; 13(3): 434. https://doi.org/10.3390/v13030434

2. Mao Q., Wang Y., Bian L., Xu M., Liang Z. EV-A71 vaccine licensure: a first step for multivalent enterovirus vaccine to control HFMD and other severe diseases. Emerg. Microbes Infect. 2016; 5(7): e75. https://doi.org/10.1038/emi.2016.73

3. Zell R., Delwart E., Gorbalenya A.E., Hovi T., King A.M.Q., Knowles N.J., et al. ICTV virus taxonomy profile: Picornaviridae. J. Gen. Virol. 2017; 98(10): 2421–2. https://doi.org/10.1099/jgv.0.000911

4. Xu W., Liu C., Yan L., Li J., Wang L., Qi Y., et al. Distribution of enteroviruses in hospitalized children with hand, foot and mouth disease and relationship between pathogens and nervous system complications. Virol. J. 2012; 9: 8. https://doi.org/10.1186/1743-422X-9-8

5. Kupila L., Vuorinen T., Vainionpaa R., Hukkanen V., Marttila R.J., Kotilainen P. Etiology of aseptic meningitis and encephalitis in an adult population. Neurology. 2006; 66(1): 75–80. https://doi.org/10.1212/01.wnl.0000191407.81333.00

6. Chang L.Y., Lin H.Y., Gau S.S., Lu C.Y., Hsia S.H., Huang Y.C., et al. Enterovirus A71 neurologic complications and long-term sequelae. J. Biomed. Sci. 2019; 26(1): 57. https://doi.org/10.1186/s12929-019-0552-7

7. Abedi G.R., Watson J.T., Pham H., Nix W.A., Oberste M.S., Gerber S.I. Enterovirus and human parechovirus surveillance – United States, 2009–2013. MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 2015; 64(34): 940–3. https://doi.org/10.15585/mmwr.mm6434a3

8. Голицына Л.Н., Зверев В.В., Селиванова С.Г., Пономарёва Н.В., Кашников А.Ю., Созонов Д.В., и др. Этиологическая структура энтеровирусных инфекций в Российской Федерации в 2017–2018 гг. Здоровье населения и среда обитания. 2019; (8): 30–8. https://doi.org/10.35627/2219-5238/2019-317-8-30-38

9. He X., Zhang M., Zhao C., Zheng P., Zhang X., Xu J. From monovalent to multivalent vaccines, the exploration for potential preventive strategies against hand, foot, and mouth disease (HFMD). Virol. Sin. 2021; 36(2): 167–75. https://doi.org/10.1007/s12250-020-00294-3

10. Lema C., Torres C., Van der Sanden S., Cisterna D., Freire M.C., Gomez R.M., et al. Global phylodynamics of Echovirus 30 revealed differential behavior among viral lineages. Virology. 2019; 531: 79–92. https://doi.org/10.1016/j.virol.2019.02.012

11. Xia M., Huang P., Sun C., Han L., Vago F.S., Li K., et al. Bioengineered norovirus S60 nanoparticles as a multifunctional vaccine platform. ACS Nano. 2018; 12(11): 10665–82. https://doi.org/10.1021/acsnano.8b02776

12. Tan M., Huang P., Xia M., Fang P.A., Zhong W., McNeal M., et al. Norovirus P particle, a novel platform for vaccine development and antibody production. J. Virol. 2011; 85(2): 753–64. https://doi.org/10.1128/JVI.01835-10

13. Kissmann J., Ausar S.F., Foubert T.R., Brock J., Switzer M.H., Detzi E.J., et al. Physical stabilization of Norwalk virus-like particles. J. Pharm. Sci. 2008; 97(10): 4208–18. https://doi.org/10.1002/jps.21315

14. Yuan J., Shen L., Wu J., Zou X., Gu J., Chen J., et al. Enterovirus A71 proteins: Structure and function. Front. Microbiol. 2018; 9: 286. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.00286

15. Dudek N.L., Perlmutter P., Aguilar M.I., Croft N.P., Purcell A.W. Epitope discovery and their use in peptide based vaccines. Curr. Pharm. Des. 2010; 16(28): 3149–57. https://doi.org/10.2174/138161210793292447

16. Mohsen M.O., Gomes A.C., Vogel M., Bachmann M.F. Interaction of viral capsid-derived virus-like particles (VLPs) with the innate immune system. Vaccines. 2018; 6(3): 37. https://doi.org/10.3390/vaccines6030037

17. Anggraeni M.R., Connors N.K., Wu Y., Chuan Y.P., Lua L.H., Middelberg A.P. Sensitivity of immune response quality to influenza helix 190 antigen structure displayed on a modular virus-like particle. Vaccine. 2013; 31(40): 4428–35. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2013.06.087

18. Rivera-Hernandez T., Hartas J., Wu Y., Chuan Y.P., Lua L.H., Good M., et al. Self-adjuvanting modular virus-like particles for mucosal vaccination against group A streptococcus (GAS). Vaccine. 2013; 31(15): 1950–5. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2013.02.013

19. Tacket C.O., Sztein M.B., Losonsky G.A., Wasserman S.S., Estes M.K. Humoral, mucosal, and cellular immune responses to oral Norwalk virus-like particles in volunteers. Clin. Immunol. 2003; 108(3): 241–7. https://doi.org/10.1016/s1521-6616(03)00120-7

20. Zhao H., Li H.Y., Han J.F., Deng Y.Q., Zhu S.Y., Li X.F., et al. Novel recombinant chimeric virus-like particle is immunogenic and protective against both enterovirus 71 and coxsackievirus A16 in mice. Sci. Rep. 2015; 5: 7878. https://doi.org/10.1038/srep07878

21. Zhang C., Zhang X., Zhang W., Dai W., Xie J., Ye L., et al. Enterovirus D68 virus-like particles expressed in Pichia pastoris potently induce neutralizing antibody responses and confer protection against lethal viral infection in mice. Emerg. Microbes Infect. 2018; 7(1): 3. https://doi.org/10.1038/s41426-017-0005-x

22. Le D.T., Müller K.M. In vitro assembly of virus-like particles and their applications. Life (Basel). 2021; 11(4): 334. https://doi.org/10.3390/life11040334


Об авторах

Д. В. Новиков
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)
Россия

Новиков Дмитрий Викторович, канд. биол. наук, доцент, ведущий научный сотрудник лаборатории иммунохимии

603950, Нижний Новгород, Россия



Д. А. Мелентьев
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор); ФГАОУ ВО «Национальный исследовательский Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского» Министерства науки и высшего образования (Минобрнауки) России
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



В. В. Мохонов
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



А. Ю. Кашников
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



Н. А. Новикова
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



В. А. Лапин
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор); ФГАОУ ВО «Национальный исследовательский Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского» Министерства науки и высшего образования (Минобрнауки) России
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



Е. В. Мохонова
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор)
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



В. В. Новиков
ФБУН «Нижегородский НИИ эпидемиологии и микробиологии им. академика И.Н. Блохиной» Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека (Роспотребнадзор); ФГАОУ ВО «Национальный исследовательский Нижегородский государственный университет им. Н.И. Лобачевского» Министерства науки и высшего образования (Минобрнауки) России
Россия

603950, Нижний Новгород, Россия



Для цитирования:


Новиков Д.В., Мелентьев Д.А., Мохонов В.В., Кашников А.Ю., Новикова Н.А., Лапин В.А., Мохонова Е.В., Новиков В.В. Получение вирусоподобных частиц норовируса (Caliciviridae: Norovirus), содержащих белок VP1 энтеровируса Echovirus 30 (Picornaviridae: Enterovirus: Enterovirus B). Вопросы вирусологии. 2021;66(5):383-389. https://doi.org/10.36233/0507-4088-79

For citation:


Novikov D.V., Melentev D.A., Mokhonov V.V., Kashnikov A.Yu., Novikova N.A., Lapin V.A., Mokhonova E.V., Novikov V.V. Construction of norovirus (Caliciviridae: Norovirus) virus-like particles containing VP1 of the Echovirus 30 (Picornaviridae: Enterovirus: Enterovirus B). Problems of Virology. 2021;66(5):383-389. (In Russ.) https://doi.org/10.36233/0507-4088-79

Просмотров: 153


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 0507-4088 (Print)
ISSN 2411-2097 (Online)